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fecha de publicación01.02.2016
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Reproducción eficiente en chinchilla: control de calidad de los machos reproductores.

Informe técnico 1
Biol. Juan Manuel Busso

Becario del CONICET.

Instituto de Fisiología. Fac. Cs. Méd.

Universidad Nacional de Córdoba

Santa Rosa 1085, X5000ESU. Córdoba Capital

Email: juanmbusso73@yahoo.com

La cría de la chinchilla en Argentina está atravesando un momento favorable dentro del contexto mundial, determinado por una economía que determina un bajo costo de producción, por el buen precio internacional de los productos finales de la explotación: pieles y reproductores y por supuesto por ser una especie autóctona y disponer de ejemplares de calidad.
No obstante, para que esta producción sea rentable hay que tornarla eficiente y obtener una buena comercialización. En lo que respecta a la eficiencia reproductiva, hay indicadores que se pueden evaluar a diferentes niveles. A modo de ejemplo, al momento de la compra, el interesado debería informarse al menos de la performance o desempeño del reproductor (número de crías propias o de los padres); al cerrar las cuentas del año, el criador debería saber cuántos animales destetó y cuántas pieles produjo a partir de cada reproductor. A un nivel más sofisticado, en otras especies ya se puede diagnosticar el origen de algunos problemas reproductivos, se puede valorar la capacidad fertilizante e incluso acelerar la mejora genética por medio de diferentes técnicas de reproducción asistida (inseminación artificial, transferencia de embriones).
Pretendemos con esta presentación esbozar los avances actuales referentes a la fisiología reproductiva del macho en chinchilla y plantear algunas pautas de control de calidad de reproductores.
La producción de espermatozoides depende de múltiples factores, los “internos” como la actividad hormonal de cada animal que controla la maduración y la producción de las células espermáticas y los “externos”, como la alimentación (nutrición y calorías), el fotoperíodo, la temperatura e incluso la relación social con los otros individuos del mismo sexo y las hembras de la misma familia o población.
La calidad funcional de los espermatozoides y la eficiencia de la producción de las células espermáticas reflejan el potencial reproductivo de un macho, de capital importancia para valorar la capacidad fertilizante de un semental. En el caso de la cría de chinchillas, cada macho afecta directamente el rendimiento reproductivo de la familia dado que su capacidad reproductiva tiene que satisfacer la demanda de las hembras que “tiene a cargo”.
La producción y actividad funcional espermática se pueden evaluar en laboratorios especializados en la manipulación de células sexuales. El primer paso consiste en la obtención de los espermatozoides por medio de un método eficaz, es decir, seguro para el animal, repetible por el operador sin efectos nocivos sobre el animal, exitoso en cada intento y exacto al reflejar la producción real de espermatozoides.
Existen diferentes técnicas para obtener espermatozoides:
1- Recuperación de espermatozoides. Por medio de la castración se obtienen los epidídimos (reservorio natural de los espermatozoides en el tracto reproductor del macho). Esta técnica nos permitió describir la actividad funcional espermática de Chinchilla lanigera en cautiverio en nuestro laboratorio en la FCM-UNC por primera vez en Argentina. Entre las ventajas se encuentra el hecho de obtener toda la producción de espermatozoides para capacitarlos in vitro (en el laboratorio) a fin de emplearlos en reproducción asistida y/o con fines científicos como indicadores, a modo de ejemplo, de calidad en el desarrollo de un medio crioprotector para guardar la genética del macho. La desventaja más clara es que con la castración se elimina el recurso genético, que en muchas situaciones podría producir descendientes por muchos años más en forma natural o asistida.
2- Obtención de semen. Una técnica muy usada en otras especies, incluida la humana. El semen o eyaculado consiste en una muestra líquida que tiene a los espermatozoides y todos los componentes biológicos necesarios para un viaje seguro hasta el encuentro del óvulo (célula sexual femenina) en el aparato reproductor de la hembra. En nuestro laboratorio hemos mejorado una técnica de electroeyaculación hasta alcanzar el 100 % de éxito. Aplicando un voltaje bajo se logró obtener semen de animales no anestesiados; el procedimiento es inocuo y no tarda más de 5 minutos, en manos de técnicos experimentados.
Análisis andrológico.

El nivel más básico de análisis andrológico requiere evaluar externamente el tamaño, forma, consistencia y motilidad testicular, parámetros que se correlacionan directamente con la calidad seminal (volumen del eyaculado, concentración espermática y actividad funcional espemática). La actividad funcional de los espermatozoides en general se evalúa a nivel de microscopía óptica y los indicadores más comunes son la cantidad y la motilidad (ver tabla 1). Este tipo de análisis es necesario hacerlo más de una vez por animal, ya que la calidad seminal varía con la temperatura del criadero, la nutrición, el estrés, enfermedades, número de hembras en familia, actividad sexual, etc.
En la actualidad y por razones bioéticas se puede requerir que el análisis andrológico se realice con el animal anestesiado; técnica también desarrollada en nuestro laboratorio, la diferencia radica en el éxito de obtención de semen que varía de un 100% a un 60% de los casos para los despiertos o los anestesiados, respectivamente. Dado que la calidad espermática es muy buena a partir de ambas técnicas, el riesgo de trabajar con el animal anestesiado o los efectos de manipularlos por breves lapsos despiertos son circunstancias que el criador tendrá que tener en cuenta y ser orientado por el especialista al momento de solicitar un análisis andrológico o cuando el macho entra en un programa de reproducción asistida.

Valores medios del volumen testicular y de los parámetros de calidad del semen en chinchillas de criadero.

Parámetros

Valor de referencia normales

Volumen testicular (cm3)

16

Volumen seminal (µL)

40

pH del semen

7

Color del semen

Blanco / grisáceo

Concentración espermática (mill./mL)

422

Espermatozoides móviles (%)

94

Espermatozoides vivos (%)

94

Machos evaludado en otoño-invierno con una semana de abstinencia sexual. Fuentes bibliográfica: Ponce AA y col., Theriogenology (50): 1239-1249, 1998. Busso JM y col., Res. Vet. Sci.(78):93-97, 2005.
Ejemplo práctico aplicando el análisis andrológico (Anim. Reprod. Sci, en prensa 2005).

Sobre la información básica que teníamos en nuestro laboratorio, nos planteamos evaluar la producción anual de espermatozoides y la actividad funcional espermática en machos alojados en condiciones ambientales tipo “criadero” cuyas características experimentales fueron alimento balanceado, luz natural y temperatura controlada. Además, los machos estuvieron alojados junto a las hembras, pero sin acceso a sus jaulas (porque para realizar el análisis andrológico se necesita que el animal no haya tenido actividad sexual). Este trabajo aportó evidencias científicas para comprender el por qué de la estacionalidad reproductiva (con dos “picos” de nacimientos, en primavera y verano).
Los animales fueron evaluados cada 15 días durante 12 meses evaluando el volumen testicular y realizando un espermograma completo. El 100% de los machos respondieron al estímulo para eyacular y los resultados obtenidos indicaron que el volumen testicular varió significativamente observándose los valores medios más bajos en verano; en cambio, tanto la producción de espermatozoides como su actividad funcional no mostraron variaciones significativas. Estos resultados nos permitieron delinear un perfil de calidad reproductivo para un macho criado en cautiverio, que se puede observar en la tabla 2 y en la figura 1.
Perfil anual de calidad reproductivo para machos criados en cautiverio.




A partir de los resultados obtenidos en esta investigación se pudo inferir que, aunque el valor medio del volumen testicular fue similar al de referencia (tabla 1), el macho mostró una reducción entre diciembre y febrero indicadora de menor actividad hormonal y gametogénica (producción de espermatozoides); este fenómeno se asocia con el momento de menor actividad sexual con las hembras.
Sin embargo, el macho produjo espermatozoides, en cantidad y con actividad funcional óptimas para fertilizar, durante las cuatro estaciones del año en cautiverio. Si observamos en detalle el espermograma (tabla 2) producto de este estudio y lo comparamos con los valores de referencia para la especie (tabla 1), el valor medio de concentración de espermatozoides denota la mayor diferencia con un rango muy amplio. Este rango es producto de los valores altos registrados durante invierno y primavera, momentos de mayor producción de espermatozoides que preceden los nacimientos más frecuentes en primavera y verano, respectivamente.
Aplicación de estos estudios en la explotación de chinchillas por los criadores.

Si se quiere evaluar un macho reproductor, la evidencia de la preñez es sin dudas el mejor reflejo de viabilidad de un eyaculado. Sin embargo, por razones obvias de tiempo y de costos, este método resulta nada práctico. Por ello, las diferentes pruebas informadas en el presente artículo forman parte de la “caja de herramientas” del profesional para que conjuntamente al examen físico o clínico e historia reproductiva se pueda evaluar al reproductor con mayor precisión.
La base de todo control de calidad de reproductores machos comienza en la compra o incorporación al plantel reproductor. Cuando la evaluación es sobre la dinámica del plantel de reproductores (número de crías, número de partos, etc), los criadores deben intentar razonablemente resolver los problemas reproductivos; si persisten los inconvenientes, la reproducción asistida comienza a ser necesaria.




Hace años el problema de los productores de chinchillas en este área radicaba en que no existían técnicas para controlar la fisiología reproductiva, diagnosticar las disfunciones o asistir a los reproductores. Hoy es importante difundir entre productores y profesionales que las metodologías son accesibles pero todavía la reproducción asistida sigue siendo un tema a mediano plazo para la cría cotidiana de chinchillas.

Monitoreo hormonal no invasivo: una técnica de reciente aplicación para explorar y optimizar el proceso reproductivo en chinchillas.

Informe técnico 2

Biol. Juan Manuel Busso

Becario del CONICET.

Instituto de Fisiología. Fac. Cs. Méd.

Universidad Nacional de Córdoba

Santa Rosa 1085, X5000ESU. Córdoba Capital

Email: juanmbusso73@yahoo.com
En todos sistema de producción, el macho juega un papel importante en el éxito de la explotación, en particular en chinchilla, en término medio, condiciona el rendimiento reproductivo natural de al menos 5 hembras. Por lo tanto, en condiciones normales de manejo es importante conocer los parámetros reproductivos básicos del macho que permitan su óptima utilización a partir de una edad adecuada, con una intensidad correcta, en buenas condiciones ambientales, etc.
Sin embargo, las características fisiológicas de la vida reproductiva del macho son también limitantes cuando se intenta incrementar su rendimiento reproductivo. En el informe 1 dimos una introducción actualizada sobre esta temática y planteamos además pautas de manejo del reproductor macho empleando biotecnologías que permiten evaluar la función reproductora o fisiología reproductiva con énfasis en la producción de espermatozoides.
En el caso de las hembras, en cambio, más allá de los parámetros reproductivos básicos que el productor puede registrar, la evaluación de la fisiología reproductiva, del potencial y del estado reproductivo debe realizarse a través de ensayos endocrinológicos. Estos ensayos permiten valorar la actividad hormonal que constituye la otra función principal que tienen las gónadas aparte de la producción de células germinales. Este concepto es válido tanto para el macho permitiendo la producción de espermatozoides como para la hembra con respecto a sus óvulos. Además, las hormonas controlan todo el proceso reproductivo para que coordinadamente se encuentren las gametas, se fusionen y se geste una cría.
Métodos de monitoreo hormonal.

Existen diferentes materiales biológicos para evaluar la producción hormonal (o endocrina) tales como la sangre, la orina, las heces e incluso la saliva. En sangre de chinchilla, se dispone solo de una técnica desarrollada para estudiar la hormona femenina progesterona. Esta metodología tiene más inconvenientes que ventajas debido a que se requieren volúmenes importantes de sangre, cuya obtención es dificultosa para el operario y muy estresante para el animal, etc.
La evaluación de los metabolitos hormonales excretados en orina y/o heces constituye un enfoque alternativo, que se aplica en otros mamíferos desde hace años en otros centros de reproducción en el mundo. Nosotros elegimos el Instituto Smithsoniano (USA) para capacitarnos y entrenarnos en el desarrollo y la aplicación de métodos de monitoreo hormonal no invasivo; presentaremos en esta nota el reciente desarrollo en chinchillas.
Nuestro laboratorio cuenta en la actualidad con esta técnica no invasiva, la cuál tiene muchas ventajas tales como que se obtiene información sobre la actividad hormonal de todo el día (ya que se trabaja con las excretas de 24 hs) sin tocar al animal para extraer las muestras; además, ha demostrado ser útil para el diagnóstico de la preñez, para el desarrollo de método de inducción y sincronización de celos y para mejorar la eficiencia en los programas de inseminación artificial.
Un ejemplo práctico: monitoreo de progesterona en orina (progestágenos urinarios) de hembras gestantes.

Progesterona es una hormona producida en el ovario encargada principalmente de la preparación del tracto reproductor femenino para recibir al óvulo y, luego de la fertilización, anidar al embrión y facilitar el desarrollo del mismo durante todo el proceso conocido como gestación o preñez; es decir, es una hormona clave para el desarrollo de la preñez. Además, es importante tener en cuenta que durante la gestación la producción de progesterona aumenta porque la placenta participa activamente en la producción de esta hormona sexual.
Al presente, el productor de chinchilla o el profesional cuentan con 3 herramientas para diagnosticar la preñez, las cuales solo permiten una obtener una idea clara del estado de la hembra cuando la gestación está muy avanzada (aproximadamente a partir de las 8 semanas): 1) los cambios del peso corporal, 2) los cambios en los pezones y 3) los cambios físicos generales evidenciados principalmente por medio de la palpación abdominal.
Nosotros hemos desarrollado una técnica que permite valorar los cambios hormonales que ocurren durante la gestación. Para eso, luego de la validación bioquímica (que implica constatar que las mediciones son especificas, exactas, precisas) se procedió a recolectar orina de 24 hs durante la preñez y el post-parto de hembras alojadas en nuestro criadero experimental. En tales muestras se cuantificó la progesterona y se la correlacionó con las variaciones de peso corporal. En la Figura 1 se ilustra esta correlación entre este último y la presencia de la hormona en orina.

Figura: Evolución del peso corporal y progestágenos urinarios durante la gestación de chinchillas. Semana 0: parto. Valores negativos: semanas de gestación, valores positivos: semanas post-parto. Animales estudiados: 8. Diferencias estadísticamente significativas entre a vs b vs c vs d (peso corporal) y entre e vs f (progesterona en orina). Correlación positiva significativa (r = 0,44; p<0,03).

El perfil hormonal de progesterona obtenido muestra claramente un aumento de dicha hormona acorde a las necesidades de la hembra para gestar una nueva cría. Así, hemos caracterizado en chinchilla por primera vez las variaciones de progesterona durante la gestación y el post-parto. Esta técnica nos permite corroborar la actividad hormonal durante la gestación; a partir de nuestros estudios actualmente en ejecución, a corto plazo contaremos con valores de referencia para diagnosticar la preñez y valorar la salud del embarazo, además de hacer posible el estudio y control hormonal de la ovulación y el ciclo sexual, hasta el presente no claramente descripto en la chinchilla.
Si bien es cierto que constituye una técnica de cierta complejidad y que no se puede aplicar en su totalidad en el criadero, abre la puerta del control hormonal reproductivo para optimizar la reproducción natural por medio del diagnóstico de fallas reproductivas que carecen al presente de fundamento funcional. El desarrollo de programas de reproducción asistida constituye una meta relevante en los proyectos actualmente en desarrollo en nuestro laboratorio.

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